Durchflusszytometer
Final Report Abstract
Das Durchflusszytometer wurde in den Jahren 2012 bis 2015 für die Multiparameteranalyse von murinen, caninen, felinen, equinen, porcinen und humanen Immunzellen eingesetzt. Die ermittelten Daten trugen zu einer Reihe von Publikationen v.a. im Rahmen von DFG-Sachbeihilfen, aber auch von einzelnen Industrieund EU-finanzierten Forschungsprojekten bei. Insbesondere gelang es, durch Nutzung der polychromatischen analytischen Durchflusszytometrie neue Erkenntnisse zur Funktion von sog. angeborenen Helferzellen wie auch von klassischen T-Helfer-Subpopulationen (z.B. T-Helfer 2-Zellen, regulatorische T-Zellen) in einem fungalen experimentellen Infektionsmodell zu erzielen. Das Gerät wurde für die Analyse von murinen Zytokin-Reporter-Mäusen und für die Kontrolle von in vivo Zell-Depletions- Analysen genutzt. Ebenso war das Durchflusszytometer essentiell für den Aufbau eines neuen murinen Entzündungsmodells (des sog. Immunrekonstitutions-Inflammationssyndroms). Darüber hinaus konnte eine extrathymale CD4/CD8-doppeltpositive T-Zell-Subpopulation beim Hund bezüglich ihres Aktivierungszustands sowie ihrer Vorläuferzellen charakterisiert werden. Ebenso wurde begonnen, das Durchflusszytometer für Infektions- und Impfstoffstudien beim Schwein einzusetzen. In einem DFG-geförderten Projekt zu equinen mesenchymalen Stammzelltherapien wird die analytische Durchflusszytometrie zur Nachverfolgung von verabreichten Stammzellen genutzt. Mit den Möglichkeiten des Durchflusszytometers, Zytokin-Mehrfachproduzenten bei antigenspezifisch aktivierten T-Lymphozyten (sog. polyfunktionelle T-Zellen) nachzuweisen, trägt das Gerät nachhaltig zur infektionsimmunologischen Grundlagenforschung wie auch zur Impfstoffforschung bei. Externe Nutzer aus den benachbarten Forschungseinrichtungen (z.B. Max-Planck-Institut für evolutionäre Anthropologie (MPI-EVA), Fraunhofer- Institut für Zelltherapie und Immunologie (FH-IZI)) sind weiterhin mit ihren Forschungsprojekten an der Gerätenutzung beteiligt.
Publications
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Canine CD4(+)CD8(+) double-positive T cells can develop from CD4(+) and CD8(+) T cells. Vet Immunol Immunopathol. 2014;162(3-4):72-82
Bismarck D, Moore PF, Alber G, von Buttlar H
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CD4(+) FoxP3(+) regulatory T cells suppress fatal T helper 2 cell immunity during pulmonary fungal infection. Eur J Immunol. 2014;44(12):3596-604
Schulze B, Piehler D, Eschke M, von Buttlar H, Köhler G, Sparwasser T, Alber G
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Identification of Toll-like receptor 9 as parapoxvirus ovis-sensing receptor in plasmacytoid dendritic cells. PLoS One. 2014;9(8):e106188
von Buttlar H, Siegemund S, Büttner M, Alber G
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IL-4 receptor-alpha-dependent control of Cryptococcus neoformans in the early phase of pulmonary infection. PLoS One. 2014;9(1):e87341
Grahnert A, Richter T, Piehler D, Eschke M, Schulze B, Müller U, Protschka M, Köhler G, Sabat R, Brombacher F, Alber G
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A novel experimental model of Cryptococcus neoformans-related immune reconstitution inflammatory syndrome (IRIS) provides insights into pathogenesis. Eur J Immunol. 2015 Dec;45(12):3339-50
Eschke M, Piehler D, Schulze B, Richter T, Grahnert A, Protschka M, Müller U, Köhler G, Höfling C, Rossner S, Alber G
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Analysis of asthma patients for cryptococcal seroreactivity in an urban German area. Med Mycol. 2015;53(6):576-86
Grahnert A, Müller U, von Buttlar H, Treudler R, Alber G
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Peripheral canine CD4(+)CD8(+) double-positive T cells - unique amongst others. Vet Immunol Immunopathol. 2015;168(3-4):169-75
von Buttlar H, Bismarck D, Alber G
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The IL-33 receptor (ST2) regulates early IL-13 production in fungus-induced allergic airway inflammation. Mucosal Immunol. 2015
Piehler D, Eschke M, Schulze B, Protschka M, Müller U, Grahnert A, Richter T, Heyen L, Köhler G, Brombacher F, Alber G
